Tema: candidiasis



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TRABAJOS PRÁCTICOS N° 1 y 2

TEMA: CANDIDIASIS

Objetivos

El alumno deberá:



  • Reconocer la presencia de levaduras, seudomicelio y/o filamentos en materiales biológicos por exámenes directos o coloración.

  • Conocer la macro y micromorfología de los agentes productores de Candidiasis.

  • Utilizar medios cromogénicos para la detección de mezcla de levaduras.

  • Utilizar técnicas rápidas para la identificación de Candida albicans y Candida dubliniensis.

  • Utilizar otros métodos de identificación para especies de levaduras no Candida albicans.

  • Interpretar los resultados del laboratorio para los distintos materiales clínicos y relacionarlos con las posibles causas predisponentes en una ficha de anamnesis.

Materiales

  • Caja de trabajo

  • Materiales clínicos; secresión vaginal, orina, escamas de piel o uñas, esputo.

  • Extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y ZN.

  • Cultivos en Sabouraud glucosa de C albicans, C. dubliniensis, C glabrata, C. krusei, C. parapsilosis, C. tropicalis.

  • Cultivos en CHROMagar Candida de C albicans, C. krusei, C. tropicalis.

  • Kit de identificación API 20 C Aux.

  • Placas de Petri con Agar Harina de Maíz (AHM).

  • Tubos de hemólisis con 0,5 ml de suero.

  • Microscopios.


Actividades:

  • Realizar exámenes directos con KOH 20 % y Gueguén de escamas y esputo; en fresco con Gueguén de orina y flujo vaginal.

  • Observar y describir los extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y ZN.

  • Observar y describir la macromorfología de las colonias de Candida. Efectuar un preparado directo de estas colonias con Líquido de montar y Gueguén. Describir la micromorfología.

  • Observar los diferentes colores de las colonias de Candida en medio CHROMagar Candida.

  • Sembrar las diferentes especies de Candida en AHM. Incubar durante 48 hs a 28 °C.

  • Sembrar las diferentes especies de Candida en suero. Incubar durante 2 hs 30 ' a 37 °C y observar la formación de tubos germinativos,

  • Observar y describir la micromorfología de las colonias de Candida en AHM.

  • Leer los resultados obtenidos para una levadura incógnita en un blister de API 20 C Aux. Realizar la identificación de las levaduras utilizando el Manual correspondiente.

  • Observar los cultivos correspondientes a diferentes materiales clínicos con desarrollo de colonias de levaduras e interpretar los resultados.

  • En una ficha de anamnesis, señalar las posibles causas predisponentes, los materiales a extraer y qué resultados se esperan obtener en caso de una Candidiasis.

TRABAJO PRACTICO N° 3

TEMA: DERMATOFITOSIS: GENEROS MICROSPORUM Y EPIDERMOPHYTON

Objetivos:

El alumno deberá:



  • Extraer material de las dermatofítias de las zonas convenientes y en forma correcta para asegurar la mayor probabilidad de éxito en el examen micológico.

  • Conocer y realizar correctamente el procedimiento para la observación microscópica del material de las lesiones.

  • Reconocer las formas parasitarias en material de piel y faneras, diferenciándolas de las formas saprofíticas sobre material queratinoso.

  • Ser capaz de sembrar el material proveniente correctamente en los medios de cultivos adecuados, conociendo la composición y razón de uso de cada uno de ellos.

  • Conocer las características macromorfológicas típicas (aspecto, color, superficie, etc.) y las posibles variaciones (pleoinorfísmo) de las colonias de dermatofitos (géneros Microsporum y Epidermophyton) más comunmente aisladas de las lesiones humanas en nuestro medio.


Materiales:

  • Caja de trabajo: ansa, espátula, gancho, hilo, portaobjetos, cubreobjetos, papel de filtro, gasa, colorante Gueguén, líquido de montar, KOH 20% P/V, Tinta china (1:2 con agua destilada), pinza, espátula de Drigalsky.

  • Microscopios.

  • Colonias en Sabouraud-glucosa de; Microsporum canis, Microsporum gypseum y Epidermophyton floccosum.

  • Preparados provenientes de cultivos de adhesión de ; Microsporum canis, Microsporum gypseum y Epidermophyton floccosum.

  • Escamas de piel y faneras con elementos fúngicos provenientes de dermatofitias.


Actividades;

  • Observar y describir macromorfológicamente las colonias de Microsporum canis, Microsporum gypseum y Epidermophyton floccosum.

  • Observar y describir micromorfológicamente cepas de Microsporum canis, Microsporum gypseum y Epidermophyton floccosum.

  • Observar exámenes directos de escamas de piel, pelos y uñas parasitados.

TRABAJO PRACTICO N° 4

TEMA: DERMATOFITOSIS: GÉNERO TRICHOPHYTON

Objetivos:

El alumno deberá:



  • Extraer material de las dermatofitias de las zonas convenientes y en forma correcta para asegurar la mayor probabilidad de éxito en el examen micológico.

  • Conocer y realizar correctamente el procedimiento para la observación microscópica del material de las lesiones.

  • Reconocer las formas parasitarias en material de piel y faneras, diferenciándolas de las formas saprofíticas sobre material queratinoso.

  • Ser capaz de sembrar el material proveniente correctamente en los medios de cultivos adecuados, conociendo la composición y razón de uso de cada uno de ellos. Conocer las características macromorfológicas típicas (aspecto, color, superficie, etc.) y las posibles variaciones (pleomorfísmo) de las colonias de dermatofitos (género Trichophyton) más comunmente aisladas de las lesiones humanas en nuestro medio.

  • Reconocer por observación microscópica los elementos estudiados del micelio vegetativo y de reproducción asexuada del género Trichophyton.

> Conocer el fundamento y ser capaces de realizar las siguientes técnicas para: formación de órganos perforadores sobre pelos estériles in vitro, comprobación de la capacidad de síntesis de la ureasa determinación de requerimientos nutricionales utilizando los medios:"Trichophyton agar" y utilización del medio de agar púrpura de Bromo-cresol, glucosa leche.

  • Aplicar los resultados obtenidos del estudio morfológico y fisiológico a claves taxonómicas con el objeto de ubicar un dermatofito dado en el género y especie correspondiente,

  • Saber aplicar los recursos con que cuenta el laboratorio micológico en el diagnóstico de casos de cronicidad y de portador sano.

  • Conocer los criterios a tener en cuenta en los diagnósticos diferenciales.

Materiales:

  • Caja de trabajo.

  • Microscopios.

  • Colonias en Sabouraud-glucosa de: T. rubrun, T. mentagrophytes y T. tonsurans.

  • Preparados provenientes de cultivos de adhesión de: T. rubrum, T. mentagrophytes y T. tonsurans.

  • Escamas de piel y faneras con elementos fúngicos provenientes de dermatofitias.

  • Medio de agar púrpura de Bromo-cresol, glucosa, leche.

  • Medio de Christensen.

  • Medio diferencial "Trichophyton agar":

-N° 1: Caseína agar

-N° 2: Caseína + Inositol agar

-N° 3 : Caseína + Inositol + Tiamina agar

-N° 4 - Caseína + Tiamina agar

-N° 5.- Caseína + ácido nicotínico agar

-N° 6:- Nitrato de amonio agar

-N° 7:- Nitrato de amonio + Histidina agar

Actividades;


  • Observar y describir macromorfológicamente las colonias de T. rubrum, T. mentagrophytes y T. tonsurans.

  • Observar y describir micromorfológicamente cepas de T. rubrum, T. mentagrophytes y T. tonsurans.

  • Realizar examenes directos de materiales parasitazos: escamas de piel, pelos y uñas.

  • Realizar la siembra de T. rubrum, T. mentagrophytes en medio de Christensen. Incubar durante 4 días a 28 °C.

  • Sembrar las cepas de T. rubrum, T. mentagrophytes por la técnica del anzuelo queratinoso. Incubar durante 4 semanas a 28 °C.

  • Realizar la siembra de T. rubrum, T. mentagrophytes en medio de agar púrpura de Bromo-cresol, glucosa, leche. Incubar durante 7 días a 28 °C.

  • Utilizar el test de Trichophyton agar":Nº1 y Nº4 (Incubado durante 15 días a 28 °C) para diferenciar: T. rubrum, T. mentagrophytes y T. tonsurans.

TRABAJO PRÁCTICO N° 5

TEMA: INFECCIONES POR ESPECIES DE MALASSEZIA

Objetivos:

El alumno deberá:



  • Reconocer en examen microscópico directo de escamas la forma parasitaria del agente etiológico de pitiriasis.

  • Conocer la macro y micromorfología de especies de Malassezia spp.

  • Conocer los fundamentos e interpretación de pruebas fisiológicas utilizadas par la identificación de las distintas especies Malassezia.

Materiales

  • Caja de trabajo

  • Materiales clínicos: escamas de piel.

  • Cultivos en Agar Dixon modificado (ADm) de Malassezia spp.

  • Preparados de especies de Malassezia.

  • Cultivos en CHROMAgar Malassezia modificado de especies de Malassezia. (CHROMAgar Malassezia mod.: CHROMAgar-Candida + Bilis de Buey + Glicerol+ Monoestearato de Glicerol + Tween 60 + Tween40)

  • Tubos con Agar-Esculina en columna sembrados con especies de Malassezia.

  • Peróxido de hidrógeno 10%- Pipetas Pasteur de vidrio o palillos de madera.

Actividades:

  • Realizar exámenes directos con KOH 20 % y Azul de lactofenol de escamas de piel.

  • Observar y describir la macromorfología de las colonias de Malassezia spp.

  • Observar y describir la micromorfología de las diferentes especies de Malassezia spp.

  • Realizar prueba de la Catalasa:

La presencia de catalasa en la cepa en estudio se determina por el agregado de una gota de peróxido de hidrógeno 10 vol. a una ansada de cultivo sobre un portaobjeto nuevo y limpio. La aparición de burbujas es considerada una prueba positiva, sin importar la magnitud de éstas.

  • Interpretar los resultados de la prueba de desdoblamiento de la esculina:

Se evalúa la actividad -glucosidasa usando tubos de agar-esculina. Una ansada de levaduras jóvenes se inocula por punción en el agar y se incuba 5 días a 32º C. El desdoblamiento de la esculina en esculetina + glucosa se revela por el oscurecimiento del medio, con liberación de sales de hierro soluble que se encuentran incorporadas al medio.

  • Interpretar los desarrollos obtenidos en placas de CHROMAgar-Malassezia modificado. Registrar los colores obtenidos, tamaño, producción o no de precipitado.

TRABAJO PRACTICO N° 6

TEMA: TRICHOSPORONOSIS - GEOTRICOSIS

Objetivos

El alumno deberá:



  • Conocer la macro y micromorfología de Trichosporon sp. y Geotrichum sp. agentes productores de Trichosporinosis y Geotricosis.

  • Reconocer la micromorfología de Trichosporon sp., Geotrichum sp. por observación del desarrollo en agar harina de maíz, preparados directos de las colonias y cultivos de adhesión,

Materiales


  • Caja de trabajo

  • Cultivos en Sabouraud glucosa de Trichosporon sp. y Geotrichum sp.

  • Placas de Petri con Agar Harina de Maíz (AHM) sembrado con Trichosporon sp y Geotrichum sp,

  • Cultivos en CHROMagar Trichosporon sp. y Geotrichum sp.,

Actividades:

  • Observar y describir la macromorfología de las colonias de Trichosporon sp. y Geotrichum sp.

  • Observar y describir la micromorfología de Trichosporon sp. y Geotrichum sp. en AHM.

  • Observar los diferentes colores de las colonias en medio CHROmagar Candida.


TRABAJO PRACTICO N° 7

TEMA: CRIPTOCOCOSIS

Objetivos

El alumno deberá:



  • Reconocer en examen microscópico directo de LCR, con tinta china y Gueguén, la forma parasitaria del agente etiológico de la Criptococosis.

  • Conocer y describir la macro y micromorfología de Cryptococcus neoformans en medio Sabouraud glucosa.

  • Conocer y describir la micromorfología de Cryptococcus neoformans en medio agar chocolate y AHM.

  • Conocer la técnica inmunológica de aglutinación de partículas de látex para el diagnóstico de Criptococosis.

Materiales

  • Caja de trabajo

  • Materiales clínicos: LCR.

  • Cultivos en Sabouraud glucosa de Cryptococcus neoformans.

  • Placas de Petri con Agar Harina de Maíz (AHM) sembrado con Cryptococcus neoformans.

  • Placas de Petri con Agar chocolate sembrado con Cryptococcus neoformans.

  • Equipo de Látex: Latex-Crypto Antigen Detection System, Immuno-Mycologics.

Actividades:

  • Realizar exámenes directos con tinta china y Gueguén de LCR.

  • Observar y describir la macromorfología de las colonias de Cryptococcus neoformans.

  • Observar y describir la micromorfología de Cryptococcus neoformans en Sabouraud, agar chocolate y AHM.

  • Interpretar los resultados de la reacción de aglutinación de partículas de látex para investigar Ag polisacárido capsular de C. neoformans

TRABAJO PRACTICO 8 TEMA: HISTOPLASMOSIS

Objetivos

El alumno deberá:



  • Reconocer la macro y micromorfología de Histoplasma capsulatum.

  • Reconocer la forma parasitaria de Histoplasma capsulatum.

  • Conocer los métodos de preparación de los antígenos usados en reacciones serológicas para el estudio de esta patología.

  • Interpretar los resultados obtenidos en el estudio del estado inmunológico de pacientes afectados con esta patología.

Materiales

  • Colonias de Histoplasma capsulatum en Sabouraud-glucosa cultivadas a 28°C.

  • Colonias de Histoplasma capsulatum en Sabouraud-glucosa cultivadas a 37°C.

  • Preparados directos de las colonias del hongo a 28° y 37°C.

  • Coloraciones con la técnica de Giemsa y May Grunwald Giemsa de materiales obtenidos de pacientes.

  • Caja de trabajo

  • Microscopio

Actividades

  • Observar y describir la forma parasitaria a partir de materiales clínicos.

  • Observar y describir la macromorfología de este hongo a 28° y 37°C.

  • Observar y describir la micromorfología en los preparados directos de las colonias a 28° y 37°C.

  • Observar e interpretar resultados de reacciones inmunológicas practicadas según técnica de Inmunodifusión de Outcherlony.

  • Conocer y desarrollar técnicas auxiliares de diagnóstico: “producción de exoantígenos.



INMUNODIFUSION DE OUTCHERLONY
Preparación de los portaobjetos:

Se diluye 1 ml de agar para inmunodifusión en 7 ml de agua destilada y se coloca en baño de agua a 70 ºC; se cubre los portaobjetos perfectamente limpios y desengrasados con alcohol; con una película de esta preparación, se desparrama con el dedo para que quede rugoso y se deja secar en la estufa de 37 ºC hasta que se forme una capa seca y opaca. Luego se agregan entre 2.5 y 2.8 ml de agar para inmunodifusión sin diluir por portaobjetos. Una vez solidificados se los colocan en cámara húmeda y se conservan en heladera hasta el momento de su uso. Pueden guardarse hasta una semana en estas condiciones.



Realización de la prueba:

Con un sacabocados de 4 mm, se cortan el agar de acuerdo con un esquema de 6 hoyos periféricos y uno central. Previo El cortador se usa en posición vertical.

L
os cilindros de agar se retiran con aguja o espátula. En el orificio central se coloca el antígeno correspondiente y en los periféricos los sueros problema y un suero control positivo. Todas las cavidades se llenan hasta el borde

La incubación se hace a temperatura ambiente durante 72 horas, pero es conveniente observar diariamente la reacción.

Finalizada la incubación, los portaobjetos se cubren con una solución de citrato de sodio pH 8.2 durante 2 horas con el objeto de hacer desaparecer los halos formados por los sueros que dificultan la observación de las bandas de precipitación y para eliminar las bandas producidas por una proteína llamada sustancia C. Luego de ese lapso se vuelca el tampón y se procede a ver la existencia de bandas de precipitación que indican presencia de anticuerpos precipitantes en el suero estudiado. Es necesario colocar una fuente de iluminación debajo de la placa para la mejor visualización de los resultados. En casos de pruebas positivas se debe realizar una titulación, efectuando diluciones seriadas al doble y repitiendo la prueba.

Siempre se debe realizar una coloración final, sobre todo en casos de pruebas negativas (para confirmarlas), y en casos de titulaciones; se observa que bandas muy débiles se observan luego de esta maniobra.



TRABAJO PRACTICO Nº 9

TEMA: PARACOCCIDIOIDOMICOSIS
Objetivos:

  • Reconocer la macro y micromorfología de Paracoccidioides brasiliensis.

  • Reconocer las formas parasitarias de Paracoccidioides brasiliensis.

  • Conocer las técnicas de inoculación experimental en animales de experimentación aplicadas a esta micosis.

  • Interpretar los resultados obtenidos en el estudio inmunológico de pacientes con esta micosis.


Materiales:

  • Caja de trabajo

  • Microscopios

  • Colonias de P. brasiliensis en Sabouraud glucosa cultivadas a 28°C y en SABHI (Sabouraud glucosa:agar cerebro corazón) cultivadas a 37°C.

  • Preparados directos de las colonias de P. brasiliensis a 28 y 37°C.

  • Corte histológico teñido con Gomori-Groccott de testículo de cobayo infectado con P. brasiliensis.

  • Preparados de lesiones clínicas de pacientes teñidos con la técnica de May Grunwald-Giemsa y Gomori-Groccott.


Actividades:

  • Observar y describir la macromorfología de P. brasiliensis a 28 y 37°C..

  • Observar y describir la micromorfología en los preparados directos de las colonias correspondientes.

  • Observar y describir las formas parasitarias de este hongo.

TRABAJO PRACTICO 10

TEMA: COCCIDIOIDOMICOSIS

Objetivos

El alumno deberá:



  • Reconocer la macro y micromorfología de colonias de Coccidioides sp. en medio de Sabouraud-glucosa.

  • Reconocer las formas parasitarias de Coccidioides sp.

Materiales

  • Colonias en Sabouraud-glucosa de Coccidioides sp.

  • Cultivos de adhesión de Coccidioides sp.

  • Preparados de cortes histológicos realizados con material de testículo de cobayo con PAS, conteniendo elementos de Coccidioides sp.

  • Caja de trabajo

  • Microscopio

Actividades

  • Observar y describir la macromorfología del desarrollo de Coccidioides sp. En Sabouraud-glucosa a 28°C.

  • Observar y describir la micromorfología del desarrollo de Coccidioides sp. En Sabouraud-glucosa a 28°C.

^ Observar y describir las formas parasitarias de Coccidioides spp.

TRABAJO PRÁCTICO N° 11

TEMA: HIALOHIFOMICOSIS

Objetivos

El alumno deberá:

> Reconocer la presencia de filamentos en materiales biológicos por exámenes directos o coloración.


  • Conocer la macro y micromorfología de los agentes productores de Hialohifomicosis: Penicillium sp, Fusarium sp, Scopulariopsis sp. y Acremonium sp.

  • Interpretar el valor de los resultados del laboratorio en los distintos materiales clínicos y relacionarlos con las posibles causas predisponentes en una ficha de anamnesis.

  • Identificar taxonómicamente las especies frecuentemente involucradas en las diferentes patologías en el hombre.

Materiales

> Caja de trabajo: ansa, espátula, gancho, hilo, portaobjetos, cubreobjetos, papel de filtro, gasa, colorante Gueguén, líquido de montar, KOH 20% P/V, pinza.



  • Extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y ZN.

  • Cultivos en Czapeck, APD, MEA y SNA de Penicillium sp., Fusarium sp.,

Scopulariopsis sp. y Acremonium sp.

  • Preparados de cultivos de adhesión de Penicillium sp., Fusarium sp., Scopulariopsis sp. y Acremonium sp.

  • Microscopios.

Actividades;

> Observar y describir los extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y ZN y Groccot.



  • Observar y describir la macromorfologia de las colonias de las especies de Penicillium sp., Fusarium sp., Scopulariopsis sp. y Acremonium sp.

  • Observar y describir la micromorfología de las colonias de Penicillium sp., Fusarium sp. Scopulariopsis sp. y Acremonium sp.

> En una ficha de anamnesis, señalar las posibles causas predisponentes, los materiales a extraer y qué resultados se esperan obtener en caso de una posible Hialohifomicosis.

TRABAJO PRACTICO N° 12

TEMA: ZIGOMICOSIS

Objetivos;

  • Reconocer en cortes histológicos de materiales clínicos la morfología de loshongos causantes de Zigomicosis.

  • Reconocer la macromorfología de cepas de Rhizopus, Mucor, Absidia yCunninghamella.

  • Reconocer la micromorfología diferencial de los cultivos de Rhizopus, Mucor, Absidia y Cunninghamella.

Materiales:

  • Caja de trabajo.

  • Microscopio.

  • Cultivos de cepas de Rhizopus, Mucor, Absidia y Cunninghamella.

  • Placas de Petri con Agar Sabouraud-glucosa.

  • Placas de Petri estériles.

  • Soportes en V.

  • Agua destilada estéril.

  • Vaspar.

  • Cortes histológicos de tejidos de pacientes con Zigomicosis teñidos por las técnicas de Hematoxilina-Eosina y Groccott.

  • Lupa estereoscópica.

Actividades;

  • Observar y describir la macromorfología de las colonias de Rhizopus, Mucor, Absidia y Cunninghamella.

  • Observar las colonias con Lupa estereoscópica.

  • Aplicar técnica de microcultivo y observar la micromorfología de las cepas estudiadas.

Establecer similitudes y diferencias entre las características morfológicas de las cepas de Rhizopus, Mucor, Absidia y Cunninghamella.

TRABAJO PRÁCTICO N° 13

TEMA: ASPERGILOSIS

Objetivos

El alumno deberá:



  • Reconocer la presencia de filamentos en materiales biológicos por exámenes directos o coloración.

  • Conocer la macro y micromorfología de los agentes productores de Aspergilosis.

  • Interpretar los resultados del laboratorio para los distintos materiales clínicos y relacionarlos con las posibles causas predisponentes en una ficha de anamnesis.

  • Analizar la importancia de los estudios serológicos en pacientes inmunocompetentes e inmunocomprometidos.

  • Identificar taxonómicamente las especies frecuentemente involucradas en las diferentes patologías en el hombre.

Materiales

  • Caja de trabajo.

  • Extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y ZN.

  • Cultivos en Czapek y APD de Aspergillus fumigatus, A. flavus, A. niger y A. terreus.

> Preparados de cultivos de adhesión de Aspergillus fumigatus, A. flavus, A. niger y A. terreus

> Microscopios.



Actividades;

> Observar y describir los extendidos de materiales profundos teñidos con GN, MGG y ZN y Groccot.



  • Observar y describir la macromorfología de las colonias de las especies de Aspergillus.

  • Observar y describir la micromorfología de las colonias de Aspergillus.

  • Conocer los fundamentos de la técnica Outcherlony.

  • En una ficha de anamnesis, señalar las posibles causas predisponentes, los materiales a extraer y qué resultados se esperan obtener en caso de una posible Aspergillosís. Señalar la importancia del diagnóstico serológico.


TRABAJO PRÁCTICO N° 14

TEMA: ESPOROTRICOSIS

Objetivos:

  • Reconocer microscópicamente las formas parasitarias de Sporothrix schenkii.

  • Reconocer macro y micromorfológicamente las colonias de Sporothrix schenkii.

  • Relacionar las caracteísticas morfológicas observadas con el dimorfismo de Sporothrix schenkii

  • Relacionar el cuadro clínico de la enfermedad con los factores predisponentes y vías de infección del hongo.

Materiales:

  • Caja de trabajo.

  • Microscopio.

  • Cortes histológicos de cola y pata de rata teñidos por las técnicas de PAS y Groccott.

  • Cultivos de Sporothrix schenkii en Sabouraud-glucosa a 28 °C.

  • Preparados obtenidos por la técnica de cultivo de adhesión a 28 °C en Sabouraud-glucosa y Agar-harina de maíz.

Actividades:

  • Observar la forma parasitaria de Sporothrix schenkii en cortes histológicos y coloraciones.

  • Observar y describir macro y micromorfológicamente las colonias de Sporothrix schenkii.

  • Observar cola de rata inoculados en forma experimental.

TRABAJO PRACTICO N° 15 y 16

TEMA: MICETOMAS: EUMICÓTICOS Y ACTINOMICÓTICOS.

Objetivos:

El alumno deberá:



  • Reconocer las formas parasitarias de actinomicetales y eumicetes productores de micetomas.

  • Aplicar los conocimientos de los pasos del análisis micológico a un examen correcto de un presunto micetoma.

  • Reconocer la macromorfología y micromorfología de Madurella mycetomatis, M.grisea, Scedosporium apiospermum, Acremonium sp., Streptomyces sp., Nocardia asteroides, N. brasiliensis, Actinomadura madurae.

  • Usar e interpretar guías que permiten diferenciar a los agentes productores de micetomas actinomicóticos y eumicóticos.

Materiales;

  • Caja de trabajo.

  • Microscopios.

  • Colonias desarrolladas en Sabouraud glucosa, Agar harina de maíz y Agar papa dextrosa de las cepas mencionadas.

  • Preparados de cultivo de adhesión de M. mycetomatis, M. grisea, Acrempnium sp. y Scedosporium apiospermum.

>Cultivos en lámina gelosada de N. asteroidas, N. brasiliensis, A. madurae y Streptomyces sp.

  • Frotis y cortes histológicos con elementos parasitarios actinomicetales y eumicetes productores de micetomas.

  • Gránulos de muestras de micetomas.

Actividades;

  • Observar y describir macroscópicamente las colonias de las cepas mencionadas.

  • Diferenciar las formas parasitarias de actinomicetales y eumicetes productores de micetomas.

  • Observar microscópicamente los preparados provenientes de cultivos de adhesión de M. mycetomatis, M. grísea, S. apiospermum y Acremonium sp.

  • Observar microscópicamente los cultivos en lámina gelosada de N. asteroides, N. brasiliensis, A. madurae y Streptomyces sp.


TRABAJO PRÁCTICO N° 17

TEMA: CROMOBLASTOMICOSIS
Objetivos:

  • Reconocer en cortes histológicos de materiales clínicos la forma parasitaria de los agentes de Cromoblastomicosis.

  • Reconocer la macromorfología de estos hongos dematiáceos.

  • Reconocer microscópicamente los distintos tipos de reproducción de estos hongos: Cladosporium, Phialophora y Rhinocladiella.

Materiales:

  • Caja de trabajo.

  • Microscopio.

  • Cultivos de cepas de Fonsecaea pedrosoi, Fonsecaea compacta, Phialophora verrucosa y Cladophialophora carrioni.

  • Cortes histológicos de pata de ratón inoculado, teñidos por las técnicas de Groccott.

  • Preparados obtenidos por la técnica de cultivo de adhesión de Fonsecaea pedrosoi, Fonsecaea compacta, Phialophora verrucosa y Cladophialophora carrioni.

Actividades;

  • Observar la forma parasitaria de los agentes de Cromoblastomicosis.

  • Observar y describir la macromorfología y la micromorfología de estas especies.

TRABAJO PRÁCTICO 18

TEMA: FEOHIFOMICOSIS
Objetivos:

  • Reconocer en cortes histológicos de materiales clínicos la forma parasitaria de los agentes de Feohifomicosis.

  • Reconocer la macromorfología de estos hongos dematiáceos.

  • Reconocer microscópicamente los distintos tipos de reproducción de estos hongos: anelides, fíalides, etc.

Materiales:

  • Caja de trabajo.

  • Microscopios.

  • Cultivos de cepas de Curvularia Iunata, Alternaría sp., Wangiella dermatitidis.

  • Cortes histológicos de pata de ratón, teñidos por las técnicas de Gomori-Groccott.

  • Preparados obtenidos por la técnica de cultivo de adhesión de Curvularia Iunata, Alternaría sp., Wangiella dermatitidis .

Actividades:

  • Observar la forma parasitaria de los agentes de Feohifomicosis.

  • Observar y describir la macromorfología de estas especies.

  • Observar y describir la micromorfología de estas especies obtenidas por cultivo de adhesión.


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